跳转到导航跳转到搜索原始编辑是分子生物学中的一种“搜索并替换”基因组编辑技术，通过它可以修改生物的基因组。这项技术直接将新的遗传信息写入目标DNA站点。它使用了一种融合蛋白，由催化受损的Cas9内切酶与工程逆转录酶融合而成，以及一种主要的编辑引导RNA(PegRNA)，能够识别目标位点并提供新的遗传信息来取代目标DNA核苷酸。它介导靶向插入、缺失和碱基到碱基的转换，而不需要双链断裂(DSB)或供体DNA模板。[1]。
这项技术是一种早期的实验性基因组编辑方法，由于其在医学遗传学中的潜在应用而受到主流媒体的关注。它使用与前身基因组编辑技术类似的方法，包括CRISPR/CAS9和碱基编辑器。截至2019年，它仍然是概念的科学证明，没有治疗应用。[1]。
一种引物编辑引导RNA(PegRNA)，能够(I)识别要编辑的目标核苷酸序列，以及(Ii)编码取代目标序列的新的遗传信息。PegRNA由含有引物结合位点(PBS)和逆转录酶(RT)模板序列的扩展的单引导RNA(SgRNA)组成。在基因组编辑过程中，引物结合位点允许缺口DNA链的3‘端与pegRNA杂交，而RT模板用作合成编辑的遗传信息的模板。[1]。
一种融合蛋白，由Cas9 H840A尼克酶与Moloney鼠白血病病毒(M-MLV)逆转录酶融合而成。[1]Cas9 H840A尼克酶：Cas9酶包含两个可以切割DNA序列的核酸酶域，一个切割非靶链的RuvC结构域和一个切割目标链的HNH结构域。在Cas9中引入H840A取代，通过该取代，840º氨基酸组氨酸被丙氨酸取代，使HNH结构域失活。由于只有RuvC的功能结构域，催化受损的Cas9引入了单链缺口，因此被称为昵称。[2]。
引导融合蛋白的Cas9 H840A尼克酶部分切割未编辑的DNA链的单引导RNA(SgRNA)。[1]。
基因组编辑是通过用pegRNA和融合蛋白转染细胞来进行的，而转染通常是通过将载体导入细胞来完成的。一旦内化，融合蛋白就会切割目标DNA序列，暴露出一个3‘-羟基，该基团可用于启动(启动)pegRNA的RT模板部分的逆转录。这产生了包含两个DNA折叠片的分支中间体：包含新合成(编辑)序列的3‘折叠片，以及包含可不必要的、未编辑的DNA序列的5’折叠片。然后，5‘瓣被结构特异性内切酶或5’外切酶切割。这一过程允许3‘瓣连接，并产生由一条编辑后的链和一条未编辑的链组成的异源双链DNA。重新退火的双链DNA在发生编辑的位置包含核苷酸错配。为了校正失配，细胞利用固有的失配修复机制，具有两种可能的结果：(I)将编辑后的链中的信息复制到互补链中，永久安装编辑；(Ii)将原始核苷酸重新结合到编辑后的链中，不包括编辑。[1]。
在这项技术的开发过程中，为了提高其有效性，对部件进行了多次修改。[1]。
在第一个系统中，野生型Moloney小鼠白血病病毒(M-MLV)逆转录酶与Cas9H840A尼克酶C末端融合。观察到了可检测的编辑效率。[1]
为了提高DNA-RNA亲和力、酶的加工性和热稳定性，在M-MLV逆转录酶中加入了5个氨基酸取代基。将突变的M-MLV RT导入PE1，得到CAS9(H840A)-M-MLV RT(D200N/L603W/T330P/T306K/W313F)。与PE1相比，效率得到了提高。[1]。
尽管效率提高了，但由于编辑后的链的DNA错配修复，PE2插入的编辑仍可能被移除。为了避免在DNA异双链拆分过程中出现这个问题，引入了一个额外的单引导RNA(SgRNA)。这个sgRNA被设计成与pegRNA引入的编辑后的序列匹配，而不是原始等位基因。它引导融合蛋白的Cas9尼克酶部分在与原始缺口相反的附近位点划破未经编辑的单链。切割未编辑的链会导致细胞的自然修复系统将编辑后的链中的信息复制到互补链上，永久安装编辑。[1]。
虽然需要额外的研究来提高原始编辑的效率，但这项技术提供了比其他基因编辑工具更有希望的科学改进。主要的编辑技术有可能纠正导致遗传病的绝大多数致病等位基因，因为它可以修复插入、缺失和核苷酸替换。[1]。
与传统的基因编辑技术相比，主要的编辑工具具有优势。CRISPR/Cas9编辑依靠非同源末端连接(NHEJ)或同源定向修复(HDR)来修复DNA断裂，而原始编辑系统采用DNA错配修复。这是该技术的一个重要特征，因为诸如NHEJ和HDR之类的DNA修复机制会产生不需要的、随机的插入或缺失(INDELs)副产品，从而使携带正确编辑的细胞的检索变得复杂。[1][3]。
PRIME系统引入了单链DNA断裂，而不是在其他编辑工具(如碱基编辑器)中观察到的双链DNA断裂。总体而言，基础编辑和主要编辑为进行有针对性的过渡突变提供了互补的优势和劣势。如果所需的编辑是转换点突变，并且PAM序列距离目标位点大约有15个碱基，则碱基编辑器可以提供更高的编辑效率和更少的Indel副产品。然而，因为引物编辑技术确实需要精确定位的PAM序列来针对核苷酸序列，所以它提供了更多的灵活性和编辑精度。值得注意的是，引物编辑器允许将所有类型的替换、转换和颠换插入到目标序列中。[1][3]。
由于引物系统涉及三个独立的DNA结合事件(在(I)引导序列与靶DNA之间，(Ii)引物结合位点与靶DNA之间，以及(Iii)缺口DNA链的3‘端与pegRNA之间)，因此它比CRISPR/Cas9具有更少的不良脱靶效应。[1][3]。
将基因编辑方法应用于具有遗传成分的疾病的治疗有相当大的兴趣。然而，与此方法相关的挑战有很多。有效的治疗需要编辑大量的靶细胞，这反过来又需要有效的输送方法和高水平的组织特异性。[1][4]。
截至2019年，优质编辑对于相对较小的基因改变看起来很有希望，但需要进行更多研究，以评估这项技术在进行更大规模的改变(如有针对性的插入和删除)方面是否有效。更大的遗传改变将需要更长的RT模板，这可能会阻碍pegRNA有效地传递到靶细胞。此外，包含长RT模板的pegRNA可能会变得容易受到细胞酶的破坏。[1][4]
总体而言，在原始编辑可以用于纠正人类疾病的致病等位基因之前，还需要进行大量研究。[1][4]。
用于原始编辑的碱基编辑程序需要将蛋白质和RNA分子同时送入活细胞。将外源基因编辑技术引入活体是一个巨大的挑战。将碱基编辑器引入动植物的一种可能方式是将碱基编辑器打包成病毒衣壳。然后，目标生物体可以被病毒转导，在体内合成碱基编辑器。常见的转导载体如慢病毒在人类中引起免疫反应，因此建议的人类治疗通常围绕腺相关病毒(AAV)进行，因为AAV感染在很大程度上是无症状的。不幸的是，AAV载体的有效包装容量很小，约为4.4kb，不包括反向末端重复序列。[5]作为比较，SpCas9-逆转录酶融合蛋白为6.3kb，[6][7]，这甚至没有考虑到靶向和启动感兴趣部位所需的较长的引导RNA。
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